小孔洞，大未来

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说起气孔，大家是不是觉得既熟悉又陌生？在你窗台那盆绿萝的叶片上，成千上万个微小生命通道正在无声运作——它们就是植物的“智能门户”——气孔。植物作为陆地生态系统的主要生产者，其生存与功能高度依赖于高效的环境适应能力，在这一过程中，气孔扮演着至关重要的角色。那么，这个看似微小却功能强大的结构究竟是如何工作的呢？接下来，就让伯小远带着大家一起走进气孔的世界吧。

01

气孔的结构与分布

气孔是分布于植物叶片表皮的微小孔隙，其结构与分布因物种而异。

在双子叶植物中（如拟南芥、棉花），气孔通常由一对肾形保卫细胞（guard cell，GC）组成，保卫细胞两端较厚，在中间凹陷处形成气孔开口。双子叶植物的气孔在叶片表皮上随机分布，没有特定方向（图1A）。

在单子叶禾本科植物中（如玉米、水稻），气孔通常由一对哑铃形保卫细胞和一对副卫细胞（subsidiary cell，SC）组成，保卫细胞两端膨大，中间狭窄，这种结构有利于快速调节气孔开闭，同时副卫细胞的存在进一步增强了气孔功能的稳定性（Chen et al., 2017）。禾本科植物的气孔纵向分布在特定的细胞列中，且都与叶脉方向平行（图1B）。

图1 气孔的结构与分布（Raissig et al., 2016）。（A）双子叶植物叶片上气孔的产生与分布，左边方框突出显示了双子叶植物气孔结构，由两个肾形保卫细胞（绿色）围绕一个孔组成；（B）单子叶禾本科植物叶片上气孔的产生与分布，右边方框突出显示了双子叶植物气孔结构，由两个哑铃形保卫细胞（绿色）和两侧副卫细胞（黄色）围绕一个孔组成。

02

气孔的生理功能

气孔是植物与外界进行气体交换的核心通道，更是植物响应环境变化、平衡光合作用与水分流失的“智能调节阀”。

在白天，气孔作为气体交换的通道：外界二氧化碳（CO2）通过气孔进入叶片，经细胞间隙和细胞膜最终抵达叶绿体，为光合作用提供原料；同时，光合作用产生的氧气（O2）则循相反路径通过气孔释放到大气中。而在夜晚，光合作用停止，呼吸作用成为主导。气孔持续开放以确保O2能够进入细胞，为呼吸作用（氧化代谢）提供条件，并排出此过程产生的CO2。此外，植物体内的水分可以通过气孔以水蒸气的形式排放到空气中，这一过程称为蒸腾作用，其不仅能够有效降低叶温，还能通过蒸腾产生的“拉力”帮助植物从土壤中吸取更多水分和矿物质（Chaerle et al., 2005; Casson et al., 2008; Wang et al., 2020）。

03

气孔发育的调控机制

气孔是由表皮原细胞经过一系列对称和不对称细胞分裂，最终发育分化而成。在双子叶植物中，表皮原细胞经过一次不对称分裂生成拟分生组织母细胞（meristemoid mother cell，MMC），随后拟分生组织母细胞再进行第二次不对称分裂形成拟分生组织细胞（meristemoid cell，MC）和气孔谱系基础细胞（stomatal lineage ground cell，SLGC），拟分生组织细胞会转化成保卫母细胞（guard mother cell，GMC），最终保卫母细胞通过唯一一次对称分裂形成保卫细胞。

在上述气孔发育过程中，有5种碱性螺旋-环-螺旋（basic helix-loop-helix, bHLH）转录因子的参与，其中SPEECHLESS（SPCH）、MUTE和FAMA转录因子分别参与拟分生组织母细胞和拟分生组织细胞的起始与扩增、保卫母细胞和保卫细胞的分化；另外两种转录因子SCREAM（SCRM）和SCREAM2（SCRM2）通过与SPCH、MUTE和FAMA转录因子直接相互作用调控气孔的发育。在该信号通路中，以EPF/EPFL家族作为配体，类受体膜蛋白TMM和ER家族为受体接受胞外信号，再通过MAPK级联信号转导途径调节下游转录因子（如SPCH）的活性，从而调控气孔的发育过程（图2）。此外，分泌肽STOMAGEN作为EPF2的竞争抑制剂，解除EPF2对气孔发育的抑制作用（Chen et al., 2017）。

图2 双子叶植物气孔发育的调控机制(Torii, 2021)。

在禾本科植物中，气孔的发育还涉及副卫细胞的形成，当保卫母细胞生长到一定程度后，将某种极化信号传递给两侧邻近的细胞，邻近细胞响应这种信号后转变为副卫母细胞（subsidiary mother cell，SMC），同时向保卫母细胞方向发生极化。有丝分裂前副卫母细胞极化的特征包括与保卫母细胞接触部位形成肌动蛋白富集区，以及向保卫母细胞方向进行的核迁移（Facette et al., 2012; Raissig et al., 2016）。两个副卫母细胞进行一次不对称分裂分别形成一个副卫细胞和一个铺列细胞（Pavement cell，PC），最终两个副卫细胞和两个保卫细胞分化形成成熟的四细胞气孔复合体（图3）。

图3 禾本科植物气孔发育的调控机制(Nunes et al., 2020)。

04

气孔运动的调控机制

植物气孔的开闭主要是通过保卫细胞水势变化来实现的。当保卫细胞吸水膨胀时，气孔开口增大；相反，当保卫细胞失水时，细胞收缩，气孔闭合。那么影响植物气孔运动的因素有哪些，具体运动机制又是什么样的呢？

2024年2月，中国农业大学张敬波课题组与巩志忠课题组共同在Journal of Integrative Plant Biology杂志上发表了一篇题为“Integrative regulatory mechanisms of stomatal movements under changing climate”的综述。该综述系统总结了植物气孔在响应多种环境胁迫（如干旱、CO2、光、温度和病原体等）时的分子调控机制，尤其聚焦于气孔运动过程中的信号通路。

ABA信号通路

在干旱胁迫下，脱落酸（ABA）发生积累，质膜受体PYR/PYLs识别ABA并形成PYR/PYLs/RCARs-ABA-PP2Cs复合物，该复合物解除了PP2Cs对下游激酶SnRK2s的抑制，同时B3-RAF3/4/5和B2-RAF7/10/11/12激酶通过磷酸化进一步激活激酶SnRK2s。活化后的SnRK2s磷酸化下游靶标，比如S型阴离子通道SLAC1和R型阴离子通道QUAC1/ALMT12（促进Cl-和苹果酸外流，导致膜去极化）、水通道PIP2;1（促进水分外流）、内向整流钾离子通道KAT1（阻止K+内流）、NADPH氧化酶RBOHD/F（促进ROS产生）等等，最终使得保卫细胞膨压下降，细胞失水萎缩，气孔关闭（图4）。

图4 ABA信号转导在气孔运动调控中的作用(Zhang et al., 2024)。

CO2信号通路

当外界环境中CO2浓度升高时，其通过质膜上水通道蛋白（PIPs）进入保卫细胞。碳酸酐酶βCA1和βCA4催化CO2转化为HCO3-，HCO3-可以直接激活阴离子通道SLAC1，促进气孔关闭。一般情况下，HT1可以通过抑制SnRK2.6和GHR1的激酶活性使阴离子通道SLAC1失活；当CO2/HCO3-浓度升高时，可以通过调节MPK4/12与HT1蛋白的互作强度来抑制HT1，进而解除对SLAC1的抑制作用，促进气孔关闭（图5）。此外，磷酸酶AP2C3可能通过相分离直接响应CO2浓度变化来正调控气孔运动；CB1和CB2激酶能够被HT1磷酸化，同时它们能够抑制SLAC1，但其下游靶标目前未知，植物感知环境CO2水平变化的分子机制仍需进一步探索。

图5 CO2信号通路在气孔运动调控中的作用(Zhang et al., 2024)。

蓝光信号通路

依赖光的气孔行为主要由蓝光、红光和紫外线（UV-B）控制。红光驱动的气孔开放依赖于光合作用，将气孔运动与叶肉细胞对CO2的需求联系起来；紫外线通过促进NO和H2O2的产生来诱导气孔关闭。接下来，小远主要带大家了解一下气孔运动过程中蓝光的信号通路。

在蓝光信号通路中，蓝光受体激酶phot1/2被蓝光激活，磷酸化BLUS1第348位点的丝氨酸，同时与一种Raf样激酶BHP相互作用，共同正向调控气孔开放；然而，BLUS1和BHP并没有直接磷酸化H+-ATPase，它们可能通过蛋白磷酸酶PP1来发挥作用（图6）。此外，CBC1/2被phot1/2磷酸化，通过抑制SLAC1阴离子通道促进气孔开放；但是后来研究表明，CBC1负调节蓝光诱导的气孔开放。因此，CBC1/2在蓝光调控气孔运动中的详细功能有待进一步研究（Hayashi et al., 2017）。

温度信号通路

由于低温或高温对组织活力的影响以及观察气孔运动的困难，对温度调节气孔运动的机制研究是较少的。与ABA信号通路类似，低温可能通过激活OST1（SnRK2s）激酶，进而磷酸化并激活SLAC1阴离子通道，促进气孔关闭；高温可能通过增强蓝光信号通路中组分（phot1/2, H+-ATPase）的活性来促进气孔开放（图6）。

病原信号通路

在病原信号通路中，FLS2-BAK1复合物被细菌鞭毛蛋白肽（flg22）激活，通过磷酸化SIF2进而磷酸化并激活SLAC1阴离子通道，促进气孔闭合；同时BIK1和BAK1也被激活，通过磷酸化激活OSCA1.3钙离子通道以及PIP2;1水通道，进而促进气孔闭合。几丁质（chitin）通过激活LYK5-CERK1-PBL27复合物，进而磷酸化并激活SLAH3阴离子通道，促进气孔闭合。细菌效应子（AvrE1）通过靶向TOPPs，从而解除对OST1的抑制，激活ABA信号通路，促进气孔闭合。此外，植物细胞因子（SCREWs）被NUT-BAK1复合物感知，通过调控ABIs-OST1-SLAC1模块以促进开放（图6）。

图6 蓝光、温度和病原信号在气孔运动调控中的作用(Zhang et al., 2024)。

05

气孔与作物改良

随着全球气候变暖加剧，干旱已成为影响作物产量的首要非生物胁迫因子。气孔是植物进行气体交换和水分调控的关键结构，其运动和发育状态能够直接影响植物的水分利用效率，通过调控气孔运动和发育来提高作物抗旱性是一种有效解决途径。

玉米抗旱性改良

2025年3月，甘肃省农科院作物研究所周文期课题组联合兰州大学侯岁稳课题组在Journal of Integrative Plant Biology杂志上发表一篇题为“DSD1/ZmICEbregulates stomatal development and drought tolerance in maize”的研究论文。该研究系统地鉴定并验证出一个调控玉米气孔发育和抗旱性的关键基因DSD1/ZmICEb，DSD1/ZmICEb的突变显著提高了玉米的水分利用效率，并减少了干旱条件下的产量损失。因此，DSD1/ZmICEb是一个通过调控气孔发育来改良玉米抗旱性的候选目标基因。

该研究首先从玉米自交系LY49中筛选得到一个气孔密度降低的突变体dsd1-1（图7），通过图位克隆将DSD1基因定位到4号染色体，并鉴定为ZmICEb。ZmICEb编码一个bHLH转录因子，在气孔发育各个阶段均有表达，其功能缺失导致气孔发育异常（图8）。

图7dsd1-1气孔表型分析(Zhou et al., 2025)。（A）玉米自交系LY49的正常气孔模式；（B）dsd1-1叶片下表皮气孔密度降低；（C）气孔密度；（D）气孔指数；（E）dsd1-1中正常和异常的气孔类型；（F）LY49和dsd1-1中不同气孔类型的频率。

图8 WT和dsbd1-1的气孔发育过程(Zhou et al., 2025)。（A）玉米叶片的气孔发育模式图（I-V五个阶段）；（B、C）WT和dsbd1-1中不同气孔发育时期的共聚焦图像。

为了进一步探究气孔发育与抗旱性的关系，该研究以B73、B104和LY49为遗传背景创制出多个等位突变体（zmiceb）进行抗旱实验。与野生型相比，zmiceb突变体在干旱条件下表现出更高的叶片含水量、水分利用效率、存活率以及耐旱能力（图9）。田间试验结果表明，以B104为遗传背景的zmiceb突变体能够在不影响植株生长发育的情况下，显著减少干旱胁迫造成的产量损失（图10）。

图9ZmICE1b的突变提高了玉米抗旱性(Zhou et al., 2025)。（A、B）WT植株（LY49、B73、B104）和zmiceb突变体植株之间抗旱性比较；（C、D）WT和zmiceb突变体叶片保水性变化曲线；（E）A、B图中植株复水后存活率统计分析；（F-H）缺水条件下，WT和zmiceb突变体植株的田间表型；（I-K）WT与zmiceb突变体的净光合速率、蒸腾速率和气孔导度。

图10ZmICE1b可以减轻干旱导致的产量损失(Zhou et al., 2025)。（A、B）在充分灌溉和水分胁迫条件下，WT（LY49、B73、B104）和zmiceb突变体的单株产量和百粒重；（C-E）在充分灌溉和水分胁迫条件下，WT和zmiceb突变体的产量和百粒重；（F、G）WT和zmiceb突变体的总产量和籽粒产量损失率。

杨树抗旱性改良

植物的气孔密度受EPF/EPFL家族多个基因的影响，其中EPF2和EPFL4负调控气孔密度，EPFL9正调控气孔密度。EPF2和EPFL9能够作为配体直接结合TMM/ERECTA等受体，从而影响下游基因SPCH和MUTE的表达，最终调控气孔发育（Pillitteri & Torii, 2012；Lee et al., 2015；Xia et al., 2022）。EPFL4可以通过结合没有TMM的单一ERECTA家族（ERf）来降低气孔密度（Jiao et al., 2022）。然而，EPF2、EPFL4和EPFL9的上游调控因子尚不清楚。

2024年1月，北京林业大学康向阳课题组在New Phytologist杂志上发表了一篇题为“MYC2 regulates stomatal density and water use efficiency via targeting EPF2/EPFL4/EPFL9 in poplar”的研究论文。该研究揭示了转录因子MYC2通过靶向结合EPF2、EPFL4和EPFL9，进而降低植物气孔密度的分子机制；同时通过在杨树中过表达MYC2基因，提高了水分利用效率以及抗旱性。

该研究中，作者利用三倍体杨树的转录组数据构建了TGMI网络，发现MYC2与气孔发育相关基因EPF2、EPFL4、EPFL9存在相关性（图11a）。组织表达模式分析结果表明，EPF2和EPFL4在二倍体和三倍体杨树中的表达趋势与MYC2非常相似，而EPFL9的表达趋势与MYC2相反（图11b-e）。接着作者进行亚细胞定位实验以及转录活性检测实验，结果表明MYC2是一个定位在细胞核的活性转录因子（图11f-h）。

图11PpnMYC2、PpnEPF2、PpnEPFL4和PpnEPFL9在三倍体杨树中的表达分析及PpnMYC2的亚细胞定位和转录激活分析(Xia et al., 2024)。（a）气孔发育途径的TGMI调控网络；（b-e）PpnMYC2、PpnEPF2、PpnEPFL4和PpnEPFL9的组织特异性表达；（f）35S::PpnMYC2-GFP的载体构建示意图;（g）PpnMYC2蛋白的亚细胞定位；（h）酵母细胞中PpnMYC2的反式激活分析。

为了探究MYC2对气孔的影响，作者以84k杨树为背景创制了MYC2过表达转基因株系（PpnMYC2-OE）和RNA干扰转基因株系（PpnMYC2-RNAi）（图12a）。作者首先在确认PpnMYC2-OE、PpnMYC2-RNAi和WT植株保卫细胞长度以及宽度没有明显差异的前提下，将转基因植株与WT植株的气孔密度进行比较。结果表明，与WT植株相比，PpnMYC2-RNAi植株的气孔密度较多，PpnMYC2-OE植株的气孔密度较少（图12b-f）。此外，植株生理数据统计分析结果表明，与WT植株相比，PpnMYC2-OE株系气孔导度和蒸腾速率较低，净CO2同化率和瞬时水分利用效率较高；PpnMYC2-RNAi株系气孔导度和蒸腾速率较高，净CO2同化率和瞬时水分利用效率较低（图12g-j）。

基于上述实验结果，作者推测MYC2可能通过影响EPF2、EPFL4和EPFL9的表达来降低气孔密度，从而提高杨树的水分利用效率。

图12PpnMYC2过表达和干扰对杨树气孔密度和水分利用效率的影响(Xia et al., 2024)。（a）幼苗表型；（b）气孔表型；（c）气孔密度；（d）气孔指数；（e）保卫细胞长度；（f）保卫细胞宽度；（g）净CO2同化率；（h）气孔导度；（i）蒸腾速率；（j）瞬时水分利用效率。

为了验证上述猜想，作者扩增了EPF2、EPFL4和EPFL9启动子片段（该片段包含转录因子MYC2结合位点的顺式元件）（图13a），使用扩增的启动子片段来驱动酵母单杂系统中的LacZ报告基因，结果表明MYC2与EPF2、EPFL4和EPFL9启动子片段发生相互作用，同时EPF2、EPFL4和EPFL9启动子片段中该顺式元件序列的突变消除了与MYC2的结合（图13b）。之后，作者通过EMSA、ChIP-qPCR和Dual-LUC实验进一步验证了转录因子MYC2与EPF2、EPFL4和EPFL9启动子之间的相互作用（图13c-i）。

接下来，作者通过RT-qPCR实验验证在杨树中EPF2、EPFL4、EPFL9和MYC2表达水平之间的相关性。结果表明，EPF2和EPFL4的表达在PpnMYC2-OE中被促进，在PpnMYC2-RNAi中被抑制；EPFL9的表达在PpnMYC2-OE中被抑制，在PpnMYC2-RNAi中被促进。

综上所述，作者证明了过表达的MYC2能够促进EPF2、EPFL4以及抑制EPFL9的表达，进而降低气孔密度，最终提高杨树的水分利用效率和抗旱性。

图13 转录因子MYC2与EPF2、EPFL4、EPFL9启动子发生相互作用(Xia et al., 2024)。（a）EPF2、EPFL4和EPFL9启动子以及相应的MYC2结合元件位置；（b）酵母单杂实验；（c-e）EMSA实验；（f-h）ChIP-qPCR实验；（i）效应子和报告子的载体结构图；（j、k）双荧光素酶实验结果显示MYC2促进EPF2和EPFL4的表达；（l）双荧光素酶实验结果显示MYC2抑制EPFL9的表达；（m、o、q）EPF2、EPFL4、EPFL9启动子相对活性分析；（n、p、r）在WT、PpnMYC2-OE和PpnMYC2-RNAi材料中EPF2、EPFL4和EPFL9的表达量检测。

气孔虽小，却是植物适应环境、高效生存的“智能枢纽”。面对全球气候变化加剧、水资源日益紧张的挑战，植物气孔的研究不仅具有重要的理论意义，更蕴含着巨大的应用潜力。在本文中，小远带大家了解了气孔在气体交换、水分调节中的核心作用，也深入介绍了其在响应干旱、CO2、光、温度乃至病原侵袭等多种环境信号中的精密分子机制。

更令人兴奋的是，气孔研究正在从基础走向应用。无论是玉米中ZmICEb基因的编辑显著提升抗旱性，还是杨树中MYC2转录因子通过调控下游基因提高水分利用效率，都让我们看到：通过对气孔发育与运动的精准调控，我们完全有可能培育出更节水、更抗逆和更高产的作物品种。小远相信“改良作物”将不再遥远，真正实现“小孔洞，大未来”。

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